Вивчення генетичних механізмів стійкості до моеноміцину в актинобактерій

  • B. O. Ostash
  • O. S. Yushchuk
  • O. T. Koshla
  • Y. Rebets
  • I. S. Ostash
  • Y. V. Sehin
  • T. Busche
  • J. Kalinowski
  • G. Muth
  • V. O. Fedorenko

Анотація

Мета. Дослідити генетичні механізми стійкості до моеноміцину А (МмА) в актинобактерій. Методи. Використано мікробіологічні та молекулярно-генетичні підходи, та модельні штами Streptomyces coelicolor M145 й S. albus J1074 для виявлення поширення досліджуваної ознаки, а також роль компонентів клітинної стінки на рівень резистентності. Результати. Серед 51 дослідженого штаму актинобактерій виявлено, що тільки S. albus J1074 високочутливий до МмА. Отримано мутанти J1074 стійкі до МмА. Рівень стійкості останніх не визначається потовщенням клітинної стінки. Один із Ммr мутантів характеризується підвищеною продукцією наразі неідентифікованих забарвлених метаболітів. Хімічний склад клітинної стінки впливає на рівень стійкості до МмА, але не є визначальним фактором. Пошкодження синтезу тейхоєвих кислот мало найбільший вплив на рівень стійкості до МмА; другий за величиною вплив мали гени дивізомного комплексу (mreB). Висновки. Стійкість до МмА в стрептоміцетів визначається поєднанням особливостей хімічного складу клітинної стінки та, імовірно, експресії наразі невиявлених низькоафінних до МмА пептидогліканових глікозилтрансфераз, на кшталт RodA.

Ключові слова: моеноміцин, стійкість до антибіотиків, пептидоглікан.

Посилання

Ostash B., Walker S. Bacterial transglycosylase inhibitors. Curr. Opin. Chem. Biol. 2005. Vol. 9. P. 459–466. doi: 10.1016/j.cbpa.2005.08.014.

Taylor J.G., Chen X., Kahne D.. The total synthesis of moenomycin A. J. Am. Chem. Soc. 2006. 128. P. 15084–15085. doi: 10.1021/ja065907x.

Ostash B., Walker S. Moenomycin family antibiotics: chemical synthesis, biosynthesis, and biological activity. Nat. Prod. Rep. 2010. Vol. 27. P. 1594–1617. doi: 10.1039/c001461n.

Ostash B., Doud E., Fedorenko V. The molecular biology of moenomycins: towards novel antibiotics based on inhibition of bacterial peptidoglycan glycosyltransferases. Biol. Chem. 2010. Vol. 391. P. 499–504. doi: 10.1515/BC.2010.053.

Wright G.D. Antibiotic resistance in the environment: a link to the clinic? Curr. Opin. Microbiol. 2010. Vol. 13. P. 589–594. doi: 10.1016/j.mib.2010.08.005.

Klare I., Mascher J. Occurrence and spread of antibiotic resistances in Enterococcus faecium. Int. J. Food Microbiol. 2003. 88. P. 269–290. doi: 10.1016/S0168-1605(03)00190-9.

Kieser T., Bibb M.J., Buttner M.J., Hopwood D.A. Practical Streptomyces Genetics. The John Innes Foundation, Norwich, (UK), 2000. 630 p.

Bishop A., Dyson P. Systematic insertional mutagenesis of a streptomycete genome: a link between osmoadaptation and antibiotic production. Genome Res. 2004. V. 14. P. 893–900. doi: 10.1101/gr.1710304.

Shashkov A.S., Ostash B.O., Fedorenko V. Cell wall glycopolymers of Streptomyces albus, Streptomyces albidoflavus and Streptomyces pathocidini. Antonie Van Leeuw. 2016. Vol. 109. P. 923–936. doi: 10.1007/s10482-016-0691-8.

Barrett D., Yanqiu Y., Walker S. Analysis of glycan polymers produced by peptidoglycan glycosyltransferases. J. Biol. Chem. 2007. Vol. 282. P. 31964–31971. doi: 10.1074/jbc.M705440200.

Rebets Y., Lupoli T., Schiener K., Kahne D., Walker S. Moenomycin resistance mutations in Staphylococcus aureus reduce peptidoglycan chain length and cause aberrant cell division. ACS Chem Biol. 2014. Vol. 9. P. 459–467. doi: 10.1021/cb4006744.

Meeske A.J., Mekalanos J., Walker S., Kahne D., Rudner D. SEDS proteins are a widespread family of bacterial cell wall polymerases. Nature. 2016. Vol. 537. P. 634–638. doi: 10.1038/nature19331.

Ladwig N., Wohlleben W., Muth G. Control of morphological differentiation of Streptomyces coelicolor A3(2) by phosphorylation of MreC and PBP2. PLoS One. 2015. Vol. 10. P. e0125425. doi: 10.1371/journal.pone.0125425.

Ruiz N. Lipid flippases for bacterial peptidoglycan biosynthesis. Lipid Insights. 2016. Vol. 8. P. 21–31. doi: 10.4137/LPI.S31783.