Експресія кінезинів, залучених до розвитку аутфоагії у Arabidopsis thaliana, та внесок ацетилювання тубуліну у взаємодію білка Atg8 з мікротрубочками

  • В. Д. Оленева
  • Д. И. Литвин
  • А. И. Емец
  • Я. Б. Блюм
DOI: https://doi.org/10.7124/FEEO.v22.942

Анотація

Мета. Мета роботи полягала у дослідженні взаємозв'язку змін рівнів експресії генів кінезинів, потенційно залучених до розвитку стрес-індукованої аутофагії у Arabidopsis thaliana за участю мікротрубочок, та структурно-біологічного аналізу ролі ацетилювання α-тубуліну у регуляції його взаємодії з Atg8. Методи. Моделювання умов стрес-індукованої аутофагії. ПЛР-аналіз змін рівнів експресії генів кінезину. Cимуляція молекулярної динаміки комплексів α-тубуліну і Atg8 за допомогою програми GROMACS 4.5.5. Результати. Виявлено залежний від впливу стресових факторів характер змін рівнів експресії генів кінезин. Показано суттєве підвищення транскрипційної активності генів KIN5B, KIN12B, KIN12F під впливом УФ-В, генів KIN6, KIN7O, KIN7D, KIN12B при осмотичному-, та KIN6, KIN12B при сольовому стресах. За допомогою біоінформатичного аналізу продемонстровано, що ацетилювання α-тубуліну забезпечує посилення взаємодії α-тубуліну і білка Atg8. Висновки. Результати дослідження вказують на важливу роль кінезинів і ацетилювання α-тубуліну у реалізації участі мікротрубочок у розвитку стрес-індукованої аутофагії у рослин.

Ключові слова: мікротрубочки, α-тубулін, кінезини, білок Atg8, стрес-індукована аутофагія.

Посилання

Wang P., Mugume Y., Bassham D.C. New advances in autophagy in plants: Regulation, selectivity and function. Semin. Cell Dev. Biol. 2017. pii: S1084-9521(17)30129-5. doi: 10.1016/j.semcdb.2017.07.018.

Mackeh R., Perdiz D., Lorin S., Codogno P., Poüs C. Autophagy and microtubules - new story, old players, J. Cell Sci, 2013. Vol. 126. P. 1071–1080. doi: 10.1242/jcs.115626.

Monastyrska I., Rieter E., Klionsky D.J., Reggiori F. Multiple roles of the cytoskeleton in autophagy. Biol Rev Camb Philos Soc. 2009. Vol. 84 (3). P. 431–448. doi: 10.1111/j.1469-185X.2009.00082.x.

Perdiz D., Mackeh R., Poüs C., Baillet A. The ins and outs of tubulin acetylation: More than just a post-translational modi fi cation? Cell. Signal. 2011. Vol. 23 (5). P. 763–771. doi: 10.1016/j.cellsig.2010.10.014.

Olenieva V., Lytvyn D., Yemets A., Bergounioux C., Blume Y. Tubulin acetylation accompanies autophagy development induced by different abiotic stimuli in Arabidopsis thaliana. Cell Biol. Int. 2017. doi: 10.1002/cbin.10842.

Olenieva V., Lytvyn D., Yemets A., Blume Ya.B. Influence of UV-B on expression profiles of genes involved in the development of autophagy by means of microtubules. Reports Natl. Acad. Sci. Ukraine. 2018. Vol. 1. P. 100–109 (in Ukr). doi: 10.15407/dopovidi2018.01.100

Olenieva V., Lytvyn D., Yemets A., Blume Ya.B. Influence of sucrose starvation, osmotic and salt stresses on expression profiles of genes involved in the development of autophagy by means of microtubules. The Bulletin of Vavilov Society of Geneticists and Breeders of Ukraine. 2018. Vol. 16 (2). P. 174–180. doi: 10.7124/visnyk.utgis.15.2.876

Endow S.A. Determinants of molecular motor directionality. Nat Cell Biol. 1999. Vol. 1 (6). P. 163–167. doi: 10.1038/14113.

Li J., Xu Y., Chong K. The novel functions of kinesin motor proteins in plants. Protoplasma. 2012. Vol. 249. P. S95–100. doi: 10.1007/s00709-011-0357-3.

Biasini M., Bienert S., Waterhouse A., Arnold K., Studer G., Schmidt T., Kiefer F., Gallo Cassarino T., Bertoni M., Bordoli L., Schwede T. SWISS-MODEL: modeling protein tertiary and quaternary structure using evolutionary information. Nucleic Acids Res. 2014. Vol. 42. P. W252–258. doi: 10.1093/nar/gku340.

Kutzner C., Páll S., Fechner M., Esztermann A., De Groot B. L., Grubmüller H. Best bang for your buck: GPU nodes for GROMACS biomolecular simulations. J. Comput. Chem. 2015. Vol. 36 (26). P. 1990–2008. doi: 10.1002/jcc.24030.

Guo Y., Li M., Pu X., Li G., Guang X., Xiong W., Li J. PRED_PPI: a server for predicting protein-protein interactions based on sequence data with probability assignment. BMC Res Notes. 2010. Vol. 3 (1). P. 145. doi: 10.1186/1756-0500-3-145.

Dominguez C., Boelens R., Bonvin A.M. HADDOCK: a protein-protein docking approach based on biochemical or biophysical information. J Am Chem Soc. 2003. Vol. 125 (7). P. 1731–1737. doi: 10.1021/ja026939x.

Fedyna V.D., Lytvyn D.I., Blume Y.B. α The role of miclotubules in the development of plant autophagy, induced by abiotic stresses. Factors Exp. Evol. Organisms. 2016. Vol. 19. P. 47–49 (in Ukr.).

Walter W.J., Beránek V., Fischermeier E., Diez S. tubulin acetylation alone does not affect kinesin-1 velocity and run length in vitro. PLoS ONE. 2012. Vol. 7 (8). e42218. doi: 10.1371/journal.pone.0042218.

Balabanian L., Berger C.L., Hendricks A.G. Acetylated microtubules are preferentially bundled leading to enhanced kinesin-1 motility. Biophys. J. 2017. Vol. 113 (7). P. 1551–1560. doi: 10.1016/j.bpj.2017.08.009

Howes S.C., Alushin G.M., Shida T., Nachury M.V., Nogales E. Effects of tubulin acetylation and tubulin acetyltransferase binding on microtubule structure. Mol. Biol Cell. 2014. Vol. 25 (2). P. 257–266. doi: 10.1091/mbc.E13-07-0387

Janke C., Montagnac G. Causes and consequences of microtubule acetylation. Curr. Biol. 2017. Vol. 27 (23). P. R1287–R1292. doi: 10.1016/j.cub.2017.10.044

Sadoul K., Khochbin S. The growing landscape of tubulin acetylation: lysine 40 and many more. Biochem. J. 2016. Vol. 473. P. 1859–1868. doi: 10.1042/BCJ20160172