Вплив втрати мітохондріальної ДНК на розвиток складних структурованих колоній штаму SK1 дріжджів Saccharomyces cerevisiae

  • О. В. Проніна
  • С. Р. Рушковський
  • Б. В. Моргун
  • С. В. Демідов
DOI: https://doi.org/10.7124/FEEO.v22.926

Анотація

Мета. Визначити вплив втрати мітохондріальної ДНК (мтДНК) на формування складних колоній дріжджів Saccharomyces cerevisiae. Методи. Протягом 40 діб спостерігали за розвитком гігантських колоній батьківського штаму SK1 (rho+) та «петіт» штаму SK1p, який втратив мтДНК (rho0 мутація). Для визначення зон загибелі клітин у колоніях культивували колонії обох штамів на середовищах із додаванням барвників, які накопичуються в мертвих клітинах. Виживання клітин колоній визначали за здатністю до створення мікроколоній. Результати. Втрата мітохондріальної ДНК в клітинах штаму SK1p дріжджів Saccharomyces cerevisiae призводить до зменшення площі колоній та спрощення їх морфології на YPD середовищі. За культивування на середовищах із додаванням барвників у центрі колоній штаму SK1p формується яскрава пляма внаслідок накопичення барвників в мертвих клітинах, при цьому для батьківського штаму характерним є незначне рівномірне забарвлення. Висновки. rho0 мутація в SK1p штамі дріжджів Saccharomyces cerevisiae призводить до значного спрощення структури складних колоній, які утворюються на поживному середовищі YPD. Втрата мітохондріальної ДНК призводить до прискореної загибелі клітин у центрі колонії штаму SK1p на YPD.
Ключові слова: Saccharomyces cerevisiae, rho0, колонії, виживаність клітин.

 

Посилання

Wallace D.C. A Mitochondrial paradigm ofm and degenerative diseases, aging, and cancer: a dawn for evolutionary medicine. Annu. Rev. Genet. 2005. Vol. 39. P. 359–407. doi: 10.1146/annurev.genet.39.110304.095751.

Galluzzi L., Morselli E., Kepp O., Vitale I., Rigoni A., Vacchelli E., Michaud M., Zischka H., Castedo M., Kroemer G. Mitochondrial gateways to cancer. Mol Aspects Med. 2009. Vol. 31. P. 1–20. doi: 10.1016/j.mam.2009.08.002.

Botstein D., Fink G. Yeast: an experimental organism for 21st century biology. Genetics. 2011. Vol. 189. P. 695–704. doi: 10.1534/genetics.111.130765.

Vachova L., Cap M., Palkova Z. Yeast Colonies: A model for studies of aging, environmental adaptation, and longevity. Oxidative Med Cell Longev. 2012 Art. N: 601836 doi: 10.1155/2012/601836.

Cap M., Vachova L., Palkova Z., Longevity of U cells of differentiated yeast colonies grown on respiratory medium depends on active glycolysis. Cell Cycle. 2015. Vol. 14, No. 21, P. 3488–3497. doi: 10.1080/15384101.2015.1093706.

Podholová K., Plocek V., Rešetárová S., Kučerová H., Hlaváček O., Váchová L., Palková Z. Divergent branches of mitochondrial signaling regulate specific genes and the viability of specialized cell types of differentiated yeast colonies. Oncotarget, 2016. Vol. 7, No. 13. P. 15299–15314. doi: 10.18632/oncotarget.8084.

Reynolds T.B., Fink G.R. Bakers' yeast, a model for fungal biofilm formation. Science. 2001. Vol. 291. P. 878–881. doi: 10.1126/science.291.5505.878.

Honigberg S.M. Cell signals, cell contacts, and the organization of yeast communities. Eukaryot Cell. 2011. Vol. 10. P. 466–473. doi: 10.1128/EC.00313-10.

Maršíková J., Wilkinson D., Hlaváček O., Gilfillan G. D., Mizeranschi A., Hughes T., Begany M., Rešetárová S., Váchová L., Palková Z. Metabolic differentiation of surface and invasive cells of yeast colony biofilms revealed by gene expression profiling. BMC Genomics. 2017. Vol. 18. P. 1–16. doi: 10.1186/s12864-017-4214-4.

Arlia-Ciommoy A., Pianoy A., Leonov A., Svistkova V., Titorenko V. Quasi-programmed aging of budding yeast: a trade-off between programmed processes of cell proliferation, differentiation, stress response, survival and death defines yeast lifespan. Cell Cycle. 2014. Vol. 13, No. 21. P. 3336-3349. doi: 10.4161/15384101.2014.965063.

Honigberg S.M. Similar environments but diverse fates: responses of budding yeast to nutrient deprivation. Microbial Cell. 2016. Vol. 3, No. 8. P. 302–328. doi: 10.15698/mic2016.08.516.

Chandel N.S., Schumacker P.T. Cells depleted of mitochondrial DNA (p0) yield insight into physiological. FEBS Lett. 1999. Vol. 454. P. 173–176. doi: 10.1016/S0014-5793(99)00783-8.

Aun A., Tamm T., Sedman J. Dysfunctional mitochondria modulate cAMP-PKA signaling and filamentous and invasive growth of Saccharomyces cerevisiae. Genetics. 2012. Vol. 193. P. 467–481. doi: 10.1534/genetics.112.147389.

Strudwick N., Brown M., Parmar V.M., Schroder M. Ime1 and Ime2 are required for pseudohyphal growth of Saccharomyces cerevisiae on nonfermentable carbon sources. Mol. Cell. Biol. 2010. Vol. 30, No. 23. P. 5514–5530. doi: 10.1128/MCB.00390-10.

Kane SM, Roth J. Carbohydrate metabolism during ascospore development in yeast. Bacteriol. 1974. Vol. 118. P. 8–14.

Kurzweilova H, Sigler K. Fluorescent staining with bromocresol purple: a rapid method for determining yeast cell dead count developed as an assay of killer toxin activity. Yeast. 1993. Vol. 9. P. 1207–1211. doi: 10.1002/yea.320091107.

Nagai S. Brom cresol green and brom phenol blue as indicators of respiration deficiency in yeast technology. Stain technology. 1965. Vol. 40, No. 3. P. 147–150.

Kucsera J., Yarita K., Takeo K. Simple detection method for distinguishing dead and living yeast colonies. Journal of Microbiological Methods. 2000. Vol. 41. P. 19–21. doi: doi.org/10.1016/S0167-7012(00)00136-6.

Quinn G. P., Keough M. J. Experimental design and data analysis for biologists. New York: Cambridge University Press, 2002. 553 p.