Методичні аспекти збільшення інтенсивності калюсогенезу й органогенезу Linum usitatissimum L. в умовах in vitro

  • С. В. Міщенко Інститут луб’яних культур НААН України, Україна, 41400, Сумська обл., м. Глухів, вул. Терещенків, 45 https://orcid.org/0000-0002-1979-4002
  • Г. М. Мачульський Національний університет «Чернігівський колегіум» імені Т.Г. Шевченка, Україна, 14013, м. Чернігів, вул. Гетьмана Полуботка, 53 https://orcid.org/0000-0002-7164-1695
Ключові слова: льон звичайний, in vitro, фітогормони, калюс, органогенез

Анотація

Мета. Удосконалення методичних прийомів збільшення ефективності отримання калюсних культур і сомаклонів льону звичайного (Linum usitatissimum L.) in vitro. Методи. Гіпокотильні сегменти культивували на живильному середовищі Мурасіге і Скуга з додаванням 30 г/л сахарози і різних концентрацій фітогормонів, фотоперіоді 16 год, освітленості 2500 лк, відносній вологості повітря 60–80%, температурі повітря 22–24°С. Результати. Здатність до утворення калюсу і соматичного ембріогенезу льону звичайного залежить від фітогормонального складу середовища, розміру експлантів та відстані між ними. Висновки. Для інтенсивного калюсоутворення та соматичного ембріогенезу in vitro оптимальні концентрації БАП в мг/л можна виразити нерівністю 1,0 ≤ БАП ≤ 1,75; оптимальні концентрації БАП за умови додавання до живильного середовища 0,05 мг/л НОК – нерівністю 0,5 ≤ БАП ≤ 2,0; оптимальні концентрації НОК за умови додавання 1,0 мг/л БАП – нерівністю 0,025 ≤ НОК ≤ 0,150; оптимальні концентрації ІОК за умови додавання 1,0 мг/л БАП – нерівністю 0,05 ≤ ІОК ≤ 0,50. Ефективним є додавання 0,5 мг/л ГК3 до середовища з НОК і БАП. Оптимальним є використання гіпокотильних експлантів довжиною 3–6 мм та розміщення їх на відстані 1,5–2,5 см один від одного. Органогенність калюсу істотно знижується в процесі субкультивування.

Посилання

Blinstrubienė A., Burbulis N., Kuprienė R. Effect of genotype and medium composition on linseed (Linum usitatissimum) ovary culture. Biologia. 2011. Vol. 66 (3). P. 465–469. doi: 10.2478/s11756-011-0028-z.

Burbulis N., Blinstrubienė A., Masienė R., Jonytienė V. Influence of genotype, growth regulators and sucrose concentration on linseed (Linum usitatissimum L.) anther culture. J. Food, Agricult. Environ. 2012. Vol. 10 (3–4). P. 764–767. doi: 10.1234/4.2012.3509

Janowicz J., Niemann J., Wojciechowski A. The effect of growth regulators on the regeneration ability of flax (Linum usitatissimum L.) hypocotyl explants in in vitro culture. BioTechnologia. 2012. Vol. 93 (2). P. 135–138. doi: 10.5114/bta.2012.46578.

Siegień I., Adamczuk A., Wróblewska K. Light affects in vitro organogenesis of Linum usitatissimum L. and its cyanogenic potential. Acta Physiol Plant. 2013. Vol. 35 (3). P. 781–789. doi: 10.1007/s11738-012-1118-4.

Sakhare S.P., Mendhulkar V.D. Embryo excised callus induction and rhizogenesis in Linum usitatissimum L. Int. J. Pharm. Bio. Sci. 2016. Vol. 7 (3). P. 507–511.

Blinstrubienė A., Burbulis N., Masienė R. Genotypic and exogenous factors affecting linseed ovary culture. Zemdirbyste-Agriculture. 2017. Vol. 104 (3). P. 243–248. doi: 10.13080/z-a.2017.104.031.

Mishchenko S.V. Influence of 6-benzylaminopurine on intensity of callusogenesis and organogenesis of Linum usitatissimum L. under in vitro conditions. The Bulletin of Kharkiv National Agrarian University. Series Biology. 2019. Vol. 2 (47). P. 92–100. doi: 10.35550/vbio2019.02.092. [in Ukrainian]

Mishchenko S.V. Effect of 1-naphthylacetic and indol-3-acetics acid on the intensity of callusogenesis and organogenesis of Linum usitatissimum L. in vitro. Factors in Experimental Evolution of Organisms. 2021. Vol. 28. P. 100–105. doi: 10.7124/FEEO.v28.1383. [in Ukrainian]

Anjum S., Abbasi B.H., Hano C. Trends in accumulation of pharmacologically important antioxidant-secondary metabolites in callus cultures of Linum usitatissimum L. Plant Cell Tiss Organ Cult. 2017. Vol. 129 (1). P. 73–87. doi: 10.1007/s11240-016-1158-3.

Khan I., Khan M.A., Shehzad M.A. et al. Micropropagation and production of health promoting lignans in Linum usitatissimum. Plants. 2020. Vol. 9 (6), 728. P. 1–18. doi: 10.3390/plants9060728.

Zahir A., Nadeem M., Ahmad W. et al. Chemogenic silver nanoparticles enhance lignans and neolignans in cell suspension cultures of Linum usitatissimum L. Plant Cell Tiss Organ Cult. 2019. Vol. 136 (3). P. 589–596. doi: 10.1007/s11240-018-01539-6.

Yildiz M., Sağlik C., Telci C., Erkilich E. G. The effect of in vitro competition on shoot regeneration from hypocotyl explants of Linum usitatissimum. Turk. J. Bot. 2011. Vol. 35 (2). P. 211–218. doi: 10.3906/bot-1005-26.