Конструювання і вихідна характеристика колекції спонтанних мутантів Streptomyces albus J1074 стійких до рифампіцину

  • Б. О. Осташ
  • Ю. Місакі
  • Б. С. Доля
  • Я. І. Харатон
  • Т. Буше
  • A. M. Лужецький
  • Й. Каліновскі
  • K. Очі
  • В. О. Федоренко
DOI: https://doi.org/10.7124/FEEO.v27.1316

Анотація

Мета. Streptomyces albus J1074 – одна із найпопулярніших стрептоміцетних платформ для гетерологічної експресії кластерів генів біосинтезу природних сполук. Становить інтерес у дослідженнях, які б вели до підвищених кількостей продукції відповідних сполук. Уведення певних типів мутацій стійкості до антибіотиків – доведений шлях селекції штамів Streptomyces. Наприклад, селекція за стійкістю до рифампіцину веде до зростання антибіотичної активності. У цій роботі ми використали наявні лінії антибіотикорезистентні лінії S. albus для отримання рифампіцин-стійких варіантів (Rifr) та їхнього вивчення. Mетоди. Застосовано мiкробіологічні та молекулярно-генетичні підходи для селекції Rifr мутантів та вивчення їхніх властивостей. Результати. Виділено 85 стабільних Rifr клонів, чия резистентність була у межах 10–200 мкг/мл. Секвенування виявило широкий спектр міссенс-мутацій у межах гена rpoB. Біотести виявили сильне зростання ендогенної антибіотичної активності деяких Rifr мутантів. Висновки. Селекція за стійкістю до рифампіцину – перспективний спосіб селекції високопродуктивних штамів S. albus.

Ключові слова: Streptomyces albus J1074, стійкість до антибіотиків, рифампіцин.

Посилання

Myronovskyi M., Luzhetskyy A. Heterologous production of small molecules in the optimized Streptomyces hosts. Nat. Prod. Rep. 2019. Vol. 36. P. 1281–1294. doi: 10.1039/c9np00023b.

Ochi K. Insights into microbial cryptic gene activation and strain improvement: principle, application and technical aspects. J. Antibiot. 2017. Vol. 70. P. 25–40. doi: 10.1038/ja.2016.82.

Lopatniuk M., Myronovskyi M., Nottebrock A., Busche T., Kalinowski J., Ostash B., Fedorenko V., Luzhetskyy A. Effect of "ribosome engineering" on the transcription level and production of S. albus indigenous secondary metabolites. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2019. Vol. 103. P. 7097–7110. doi: 10.1007/s00253-019-10005-y.

Siegl T., Luzhetskyy A. Actinomycetes genome engineering approaches. Antonie Van Leeuwenhoek. 2012. Vol. 102. P. 503–516.

Bilyk B., Luzhetskyy A. Unusual site-specific DNA integration into the highly active pseudo-attB of the Streptomyces albus J1074 genome. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2014. Vol. 98. P. 5095–5104. doi: 10.1007/s00253-014-5605-y.

Koshla O., Lopatniuk M., Rokytskyy I., Yushchuk O., Dacyuk Y., Fedorenko V., Luzhetskyy A., Ostash B. Properties of Streptomyces albus J1074 mutant deficient in tRNALeuUAA gene bldA. Arch. Microbiol. 2017. Vol. 199. P. 1175–1183. doi: 10.1007/s00203-017-1389-7.

Tanaka Y., Kasahara K., Hirose Y., Murakami K., Kugimiya R., Ochi K. Activation and products of the cryptic secondary metabolite biosynthetic gene clusters by rifampin resistance (rpoB) mutations in actinomycetes. J. Bacteriol. 2013. Vol. 195. P. 2959–2970. doi: 10.1128/JB.00147-13.

Yushchuk O., Ostash I., Vlasiuk I., Gren T., Luzhetskyy A., Kalinowski J., Fedorenko V., Ostash B. Heterologous AdpA transcription factors enhance landomycin production in Streptomyces cyanogenus S136 under a broad range of growth conditions. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2018. Vol. 102. P. 8419–8428. doi: 10.1007/s00253-018-9249-1.

Bolger A.M., Lohse M., Usadel B. Trimmomatic: a flexible trimmer for Illumina sequence data. Bioinformatics. 2014. Vol. 30. P. 2114–2120. doi: 10.1093/bioinformatics/btu170.

Hilker R., Stadermann K. B., Doppmeier D., Kalinowski J., Stoye, J. Straube, J., et al. ReadXplorer – visualization and analysis of mapped sequences. Bioinformatics. 2014. Vol. 30. P. 2247–2254. doi: 10.1093/bioinformatics/btu205.

Olano C., Garcнa I., Gonzбlez A., et al. Activation and identification of five clusters for secondary metabolites in Streptomyces albus J1074. Microb Biotechnol. 2014. Vol. 7. P. 242–256. doi:10.1111/1751-7915.12116.