Аланінове сканування сайту звязування канонічних динітроанілінів і фосфоротіоамідів з α-тубуліном Plasmodium falciparum

  • О. М. Демчук
  • П. А. Карпов
  • О. В. Раєвський
  • С. П. Ожерєдов
  • С. І. Співак
  • А. І. Ємець
  • Я. Б. Блюм
DOI: https://doi.org/10.7124/FEEO.v26.1282

Анотація

Мета. Визначити амінокислотні залишки, що відповідають за специфічне зв’язування похідних динітроаніліну і фосфоротіоаміду, на поверхні молекули α-тубуліну Plasmodium falciparum. Методи. Моделювання просторової структури білків за гомологією, оптимізація побудованих моделей за допомогою методів молекулярної динаміки, ліганд-білковий докінг, метод аланінового сканування. Результати. На підставі результатів молекулярного докінгу канонічних сполук і методу аланінового сканування було визначено два найбільш важливих (Arg2, Val250) та один мінорний (Glu3) амінокислотний залишки, залучені до процесу зв'язування як фосфоротіоамідів, так і динітроанілінів. Також було визначено два мінорні залишки (Asp251, Glu254), що здатні утворювати зв’язки лише з окремими представниками сполук ряду динітроаніліну. Висновки. За результатами дослідження було визначено амінокислотні залишки яки обумовлюють існування спільних механізмів ліганд-білкової взаємодії похідних динітроаніліну і фосфоротіоаміду з молекулою α-тубуліну P. falciparum.

Ключові слова: малярія, Plasmodium, α-тубулін, міжмолекулярна взаємодія, похідні динітроаніліну, похідні фосфоротіоаміду, аланінове сканування.

Посилання

World Malaria Report. Geneva: World Health Organization; 2017. Accessed from: https://www.who.int/malaria/publications/world-malaria-report-2017/en/.

Das A., Anvikar A.R., Cator L.J., Dhiman R.C., Eapen A., Mishra N., Nagpal B.N., Nanda N., Raghavendra K., Read A.F., Sharma S.K., Singh O.P., Singh V., Sinnis P., Srivastava H.C., Sullivan S.A., Sutton P.L., Thomas M.B., Carlton J.M., Valecha N. Malaria in India: The Center for the Study of Complex Malaria in India. Acta Trop. 2012. Vol. 121 (3). P. 267–273. doi: 10.1016/j.actatropica.2011.11.008.

Molina-Cruz A., DeJong R.J., Ortega C., Haile A., Abban E., Rodrigues J., Jaramillo-Gutierrez G., Barillas-Mury C. Some strains of Plasmodium falciparum, a human malaria parasite, evade the complement-like system of Anopheles gambiae mosquitoes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2012. Vol. 109 (28). P. E1957–1962. doi: 10.1073/pnas.1121183109.

Sharma S.K., Tyagi P.K., Padhan K., Upadhyay A.K., Haque M.A., Nanda N., Joshi H., Biswas S., Adak T., Das B.S., Chauhan V.S., Chitnis C.E., Subbarao S.K. Epidemiology of malaria transmission in forest and plain ecotype villages in Sundargarh District, Orissa, India. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 2006. Vol. 100 (10). P. 917–925. doi: 10.1016/j.trstmh.2006.01.007

Karpov P.A., Demchuk O.M., Ozheredov S.P., Spivak S.I., Yemets A.I., Blume Ya.B. Conservation of dinitroaniline/phosphorothioamidate site of α-tubulin in Plasmodium species distributed in India. Factors of the Experimental Evolution of Organisms. 2019. Vol. 24. P. 327–332. doi: 10.7124/FEEO.v24.1124.

Usanga E.A., O’Brien E., Luzzato L. Mitotic inhibitors arrest the growth of Plasmodium falciaprum. FEBS Lett. 1986. Vol. 209. P. 23–27. doi: 10.1016/0014-5793(86)81077-8

Bell A., Wernli B., Franklin R.M. Effects of microtubule inhibitors on protein synthesis in Plasmodium falciparum. Parasitol. Res. 1993. Vol. 79. P. 146–152. doi: 10.1007/BF00932261

Dieckmann-Schuppert A., Franklin R.M. Compounds binding to cytoskeletal proteins are active against Plasmodium falciparum in vitro. Cell Biol. Int. 1989. Vol. 13. P. 411–418. doi: 10.1016/0309-1651(89)90135-5

Nath J., Schneider I. Anti-malarial effects of the anti-tubulin herbicide trifluralin: studies in Plasmodium falciparum. Clin. Res.1992. Vol. 40. P. 331A.

Fennell B.J., Carolan S., Pettit G.R., Bell A. Effects of the antimitotic natural product dolastatin 10, and related peptides, on the human malarial parasite Plasmodium falciparum. J. Antimicrob. Chemother. 2003. Vol. 51. P. 833–841. doi: 10.1093/jac/dkg151

Schrevel J., Sinou V., Grellier P., Frappier F., Gunnard D., Potier P. Interactions between docetaxel (Taxotere) and Plasmodium falciparum – infected erythrocytes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. Vol. 91. P. 8472–8476. doi: 10.1093/jac/dkg151

Pouvelle B., Farley P.J., Long C.A., Taraschi T.F. Taxol arrests the development of blood-stage Plasmodium falciparum in vitro and Plasmodium chabaudi adami in malaria-infected mice. J. Clin. Invest. 1994. Vol. 94. P. 413-417. doi: 10.1172/JCI117338

Bell A. Microtubule inhibitors as potential antimalarial agents. Parasitol. Today. 1998. Vol. 14. P. 234–240. doi: 10.1016/S0169-4758(98)01246-0

Fennell B.J., Naughton J.A., Dempsey E., Bell A. Cellular and molecular actions of dinitroaniline and phosphorothioamidate herbicides on Plasmodium falciparum: tubulin as a specific antimalarial target. Mol. Biochem. Parasitol. 2006. Vol. 145 (2). P. 226–238. doi: 10.1016/j.molbiopara.2005.08.020

Corral M.G., Leroux J., Stubbs K.A., Mylne J.S. Herbicidal properties of antimalarial drugs. Sci. Repts. 2017. Vol. 7. P. 45871. doi: 10.1038/srep45871.

Robinson D.R., Sherwin T., Ploubidou A., Byard E.H., Gull K. Microtubule polarity and dynamics in the control of organelle positioning, segregation, and cytokinesis in the trypanosome cell cycle. J. Cell Biol. 1995. Vol. 128. P. 1163-1172. doi: 10.1083/jcb.128.6.1163

Werbovetz K.A. Tubulin as an antiprotozoal drug target. Mini Rev. Med. Chem. 2002. Vol. 2. P. 519–529. doi: 10.2174/1389557023405648

Dhooghe E., Van L.K., Eeckhaut T., Leus L., Van H.J. Mitotic chromosome doubling of plant tissues in vitro. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 2011. Vol. 104. P. 359–373. doi: 10.1007/s11240-010-9786-5

Waterhouse A., Bertoni M., Bienert S., Studer G., Tauriello G., Gumienny R., Heer F.T., de Beer T.A.P., Rempfer C., Bordoli L., Lepore R., Schwede T. SWISS-MODEL: homology modelling of protein structures and complexes. Nucl. Acids Res. 2018. Vol. 46 (W1). P. W296–W303. doi: 10.1093/nar/gky427

Berman H.M., Westbrook J., Feng Z., Gilliland G., Bhat T.N., Weissig H., Shindyalov I.N., Bourne P.E. The Protein Data Bank. Nucl. Acids Res. 2000. Vol. 28 (1). P. 235–242.

Ichikawa M., Liu D., Kastritis P.L., Basu K., Hsu T.C., Yang S., Bui K.H. Subnanometre-resolution structure of the doublet microtubule reveals new classes of microtubule-associated proteins. Nat. Commun. 2017. Vol. 8. P. 15035. doi: 10.1038/ncomms15035.

Roy A., Kucukural A., Zhang Y. I-TASSER: a unified platform for automated protein structure and function prediction. Nature Protocols. 2010. Vol. 5. P. 725–738. doi: 10.1038/nprot.2010.5

Liu P., Dehez F., Cai W., Chipot C. A toolkit for the analysis of free-energy perturbation calculations. J. Chem. Theor. Comput. 2012. Vol. 8. P. 2606–2616. doi: 10.1021/ct300242f

Simonsen S.M., Sando L., Rosengren K.J., Wang C.K., Colgrave M.L., Daly N.L., Craik D.J. Alanine scanning mutagenesis of the prototypic cyclotide reveals a cluster of residues essential for bioactivity. J. Biol. Chem. 2008. Vol. 283 (15). P. 9805–9813. doi: 10.1074/jbc.M709303200.

Howlader M.T., Kagawa Y., Miyakawa A., Yamamoto A., Taniguchi T., Hayakawa T., Sakai H. Alanine scanning analyses of the three major loops in domain II of Bacillus thuringiensis mosquitocidal toxin Cry4Aa. Appl. Environ. Microbiol. 2010. Vol. 76 (3). P. 860–865. doi: 10.1128/AEM.02175-09.

Gauguin L., Delaine C., Alvino C.L., McNeil K.A., Wallace J.C., Forbes B.E., De Meyts P. Alanine scanning of a putative receptor binding surface of insulin-like growth factor-I. J. Biol. Chem. 2008. Vol. 283 (30). P. 20821–20829. doi: 10.1074/jbc.M802620200.