Роль кіРНК у регуляції стабільності геномів інтрогресивних ліній пшениці м’якої
Анотація
Мета. Відмінність рівнів кіРНК від батьківських у рослин із гібридними геномами є причиною деметилювання та активації регульованих цими молекулами транспозонів. Переміщення активних транспозонів – причина подальших перебудов у геномі. Інтрогресивні лінії Triticum aestivum/Amblyopyrum muticum є цитологічно стабільними, але в їхніх геномах відбуваються процеси генетичної та (чи) епігенетичної реструктуризації. Молекулярна природа цих процесів становить об’єкт нашого дослідження. Методи. Рівні кіРНК у транскриптомах визначали методом small RNA-seq. Послідовності прочитувань вирівнювали до послідовностей повторюваних елементів для виявлення кіРНК. Результати. Інтрогресивні лінії та амфідиплоїд, який використовували під час їхнього створення, мають варіабельний, порівняно із рекуррентним генотипом пшениці, вміст кіРНК; вони регулюють транспозони родин MITE та CACTA. Для дванадцяти повторюваних послідовностей, переважно транспозонів CACTA, зниження рівня регуляторних кіРНК у інтрогресивних ліній є статистично значущим. Зниження рівня кіРНК у інтрогресивних ліній могло призвести до активації регульованих ними мобільних генетичних елементів. Висновки. Виявлена мінливість у рівнях кіРНК може бути ключовим фактором, що спричиняє зміни у геномі інтрогресивних ліній та амфідиплоїда – активацію транспозонів, зміни в рівнях метилювання ДНК та зміни експресії генів. Зміни у рівнях кіРНК мають обов’язково досліджуватися в рослинах із геномом гібридного походження, які демонструють нестабільність на фенотипному рівні за ознаками, що вивчаються.
Ключові слова: кіРНК, транспозони, амфідиплоїд, інтрогресивні лінії.
Посилання
Liu B., Vega J. M., Segal G. Rapid genomic changes in newly synthesized amphiploids of Triticum and Aegilops.I. Changes in low-copy noncoding DNA sequences. Genome. 1998. Vol. 277. P. 272-277. doi: 10.1139/gen-41-2-272
Ozkan H., Levy A., Feldman M. Allopolyploidy-induced rapid genome evolution in the wheat (Aegilops-Triticum) group. The Plant Cell. 2001. Vol. 13 (8). P. 1735-1747. doi: 10.1105/TPC.010082
Shaked H., Kashkush K., Ozkan H. Sequence elimination and cytosine methylation are rapid and reproducible responses of the genome to wide hybridization and allopolyploidy in wheat. The Plant Cell. 2001. Vol. 13 (8). P. 1749-1759. doi: 10.1105/tpc.13.8.1749
Wang Y., Dong Z., Zhang Z. Extensive de novo genomic variation in rice induced by introgression from wild rice (Zizania latifolia Griseb.). Genetics. 2005. Vol. 170. P. 1945-1956. doi: 10.1534/genetics.105.040964
Wang G., Lv J., Zhang J. Genetic and epigenetic alterations of brassica nigra introgression lines from somatic hybridization: A resource for cauliflower improvement. Front Plant Sci. 2016. Vol. 7. P. 1-12.
Liu B., Wendel J.F. Retrotransposon activation followed by rapid repression in introgressed rice plants. Genome. 2000. Vol. 880. P. 874-880. doi: 10.1139/g00-058
Shan X., Liu Z., Dong Z. Mobilization of the active MITE transposons mPing and Pong in rice by introgression from wild rice (Zizania latifolia Griseb.). Molecular biology and evolution. 2005. Vol. 22 (4). P. 976-990. doi: 10.1093/molbev/msi082
Wang N., Wang H., Wang H. Transpositional reactivation of the Dart transposon family in rice lines derived from introgressive hybridization with Zizania latifolia. BMC Plant Biology. 2010. Vol. 10 (190). P. 1-15. doi: 10.1186/1471-2229-10-190
Liu Z., Wang Y., Shen Y. Extensive alterations in DNA methylation and transcription in rice caused by introgression from Zizania latifolia. Plant Molecular Biology. 2004. Vol. 54. P. 571-582. doi: 10.1023/B:PLAN.0000038270.48326.7a
Shuwei L., Fei L., Kong L. Genetic and epigenetic changes in somatic hybrid introgression lines between wheat and tall wheatgrass. Genetics. 2015. Vol. 199. P. 1035-1045. doi: 10.1534/genetics.114.174094
Shivaprasad P.V., Dunn R.M., Santos B.A. Extraordinary transgressive phenotypes of hybrid tomato are influenced by epigenetics and small silencing RNAs. The EMBO Journal. 2012. Vol. 31. P. 257-266. doi: 10.1038/emboj.2011.458
Chen Z.J., Ni Z. Mechanisms of genomic rearrangements and gene expression changes in plant polyploids. Bioessays. 2006. Vol. 28 (3). P. 240-252. doi: 10.1002/bies.20374
Chen Z.J. Genetic and epigenetic mechanisms for gene expression and phenotypic variation in plant polyploids. Annu. Rev. Plant Biol. 2007. Vol. 58. P. 377-406. doi: 10.1146/annurev.arplant.58.032806.103835
Jackson S., Chen Z.J. Genomic and expression plasticity of polyploidy. Current opinion in plant biology. 2010. Vol. 13 (2). P. 153-159. doi: 10.1016/j.pbi.2009.11.004
Michalak P. Epigenetic, transposon and small RNA determinants of hybrid dysfunctions. Heredity. 2009. Vol. 102. P. 45-50. doi: 10.1038/hdy.2008.48
Erdmann V., Barciszewski J. Non Coding RNAs in Plants. Berlin: Springer, 2011. doi: 10.1007/978-3-642-19454-2
Iefimenko T.S., Antonyuk M.Z., Martynenko V.S. et al. Introgression of Aegilops mutica genes into common wheat genome. Tsitologiya i Genetika. 2018. Vol. 52 (1). P. 21-30. doi: 10.3103/S0095452718010048
Peng J., Xia Z., Chen L. Rapid and efficient isolation of high-quality small RNAs from recalcitrant plant species rich in polyphenols and polysaccharides. PLoS ONE. 2014. Vol. 9 (5). P. 12-14. doi: 10.1371/journal.pone.0095687
Bioo Scientific Corp. NEXTflex Small RNA-Seq Kit v3 / Bioo Scientific Corporation, 2016.
Wicker T., Matthews D.E., Keller B. TREP: a database for Triticeae repetitive elements. Trends in Plant Science. 2002. Vol. 7 (12). P. 561-562. doi: 10.1016/S1360-1385(02)02372-5
Langmead B., Salzberg S.L. Fast gapped-read alignment with Bowtie 2. Nature methods. 2012. Vol. 9 (4). P. 357-359. doi: 10.1038/nmeth.1923
Law C.W., Chen Y., Shi W. voom: Precision weights unlock linear model analysis tools for RNA-seq read counts. Genome biology. 2014. Vol. 15. P. 1-17. doi: 10.1186/gb-2014-15-2-r29
Borges F., Martienssen R.A. The expanding world of small RNAs in plants. Nat Rev Mol Cell Biol. 2015. Vol. 16 (12). P. 727-741. doi: 10.1038/nrm4085
Wicker T., Gundlach H., Spannagl M. Impact of transposable elements on genome structure and evolution in bread wheat. Genome biology. 2018. Vol. 19 (1). P. 103. doi: 10.1186/s13059-018-1479-0
Daron J., Glover N., Pingault L. Organization and evolution of transposable elements along the bread wheat chromosome 3B. Genome biology. 2014. Vol. 15 (12). P. 546. doi: 10.1186/s13059-014-0546-4
