Поліморфізм довжини інтронів генів β-тубуліну у рослин Ulmus pumila L. в Степовому Придніпров’ї

  • Я. В. Пірко ДУ «Інститут харчової біотехнології та геноміки НАН України», Україна, 04123, Київ, вул. Осиповського, 2а
  • Л. О. Калафат ДУ «Інститут харчової біотехнології та геноміки НАН України», Україна, 04123, Київ, вул. Осиповського, 2а
  • Н. М. Пірко ДУ «Інститут харчової біотехнології та геноміки НАН України», Україна, 04123, Київ, вул. Осиповського, 2а
  • А. М. Рабоконь ДУ «Інститут харчової біотехнології та геноміки НАН України», Україна, 04123, Київ, вул. Осиповського, 2а
  • С. М. Приваліхін ДУ «Інститут харчової біотехнології та геноміки НАН України», Україна, 04123, Київ, вул. Осиповського, 2а
  • А. Є. Демкович ДУ «Інститут харчової біотехнології та геноміки НАН України», Україна, 04123, Київ, вул. Осиповського, 2а
  • Ю. О. Білоножко ДУ «Інститут харчової біотехнології та геноміки НАН України», Україна, 04123, Київ, вул. Осиповського, 2а
  • О. А. Кравець ДУ «Інститут харчової біотехнології та геноміки НАН України», Україна, 04123, Київ, вул. Осиповського, 2а
  • А. А. Алексєєва Дніпровський національний університет імені Олеся Гончара, Україна, 49000, Дніпро, Дніпропетровська область, проспект Гагаріна, 72
  • Н. О. Хромих Дніпровський національний університет імені Олеся Гончара, Україна, 49000, Дніпро, Дніпропетровська область, проспект Гагаріна, 72
  • Ю. В. Лихолат Дніпровський національний університет імені Олеся Гончара, Україна, 49000, Дніпро, Дніпропетровська область, проспект Гагаріна, 72
DOI: https://doi.org/10.7124/visnyk.utgis.16.1.900

Анотація

Мета. За допомогою ДНК-маркерів, що пов’язані з генами, які кодують β-тубулін у рослин, провести оцінку внутрішньовидового генетичного поліморфізму Ulmus pumila L. у Степовому Придніпров’ї та порівняти його з поліморфізмом цього виду в межах природного ареалу. Метод. Аналіз поліморфізму довжини інтронів генів β-тубуліну (ТBP-метод). Результати. При порівнянні електрофоретичних профілів, отриманих на основі ТВР-аналізу для U. pumila встановлено, що рослини між собою мало відрізняються за кількістю виявлених ампліконів та характером їх розподілу. Половина виявлених у вибірках фрагментів належить до рідкісних. Середня кількість фрагментів (алелей) на локус (Ne), інформаційний індекс Шенона (I) та показник вмісту поліморфної інформації (РІС) дорівнювали відповідно: 1,26, 0,27, 0,21, і виявилися нижчими, ніж у природної популяції, проаналізованій з використанням мікросателітних маркерів. Висновки. Рослини U. pumila, що зростають у Степовому Придніпров’ї за ТВР-маркерами мають менший рівень генетичної різноманітності, ніж було виявлено під час аналізу природних популяцій за допомогою інших молекулярних маркерів. Серед можливих причин можуть бути характер (методика) створення та вік аналізованих деревостанів, а також природа генетичних маркерів, що були використані для аналізу генетичного поліморфізму виду.
Ключові слова: ТBP-метод, інтрони, β-тубулін, Ulmus pumila, генетичне різноманіття.

Посилання

Protopopova V. V., Shevera M. V. Ergasiophytes of the Ukrainian flora. Biodiv. Res. Conserv. 2014. Vol. 35. P. 31 –46. doi: 10.2478/biorc-2014-0018

Sandvik H., Sæther B., Holmern T. et al. Generic ecological impact assessments of alien species in Norway: a semi-quantitative set of criteria. Biodivers Conserv. 2013. Vol. 22. P. 37–62. doi: 10.1007/s10531 -012-0394-z

Pacanoski Z., Saliji A. The first detailed report for invasive Erigeron annuus (L.) Pers. (daisy fleabane) in Republic of Macedonia. Academia Journal of Agricultural Research. 2015. Vol. 3(9). P. 204– 212. doi: 10.15413/ajar.2015.0161

Lykholat Y. V., Khromykh N. A., Ivan’ko I. A. et al. Assessment and prediction of the invasiveness of some alien plants in conditions of climate change in the steppe Dnieper region. Biosystems Diversity. 2017. Vol. 25(1). P. 52–59. doi: 10.15421/011708

Zalapa J. E., Brunet J., Guries R. P. Patterns of hybridization and introgression between invasive Ulmus pumila (Ulmaceae) and native U. rubra. American Journal of Botany. 2009. Vol. 96(6). P. 1116–1128. doi: 10.3732/ajb.0800334

Hirsch H., Brunet J., Zalapa J. E. et al. Intraand interspecific hybridization in invasive Siberian elm. Biol. Invasions. 2017. Vol. 19(6). P. 1889–1904. doi: 10.1007/s10530-017-1404-6

Bertolasi B., Leonarduzzi C., Piotti A. et al. A last stand in the Po valley: genetic structure and gene flow patterns in Ulmus minor and U. pumila. Annals of Botany. 2015. Vol. 115(4). P. 683–692. doi: 10.1093/aob/mcu256

Ellstrand N. C., Schierenbeck K. Hybridization as a stimulus for the evolution of invasiveness in plants. Proceedings of the National Academy of Sciences. 2000. Vol. 97. P. 7043–7050. doi: 10.1073/pnas.97.13.7043

Rieseberg L. H. Raymond O., Rosenthal D. M. et al. Major ecological transitions in wild sunflowers facilitated by hybridization. Science. 2003. Vol. 301. P. 1211 –1216. doi: 10.1126/science.1086949

Brunet J., Zalapa J. E., Pecori F., Santini A. Hybridization and introgression between the exotic Siberian elm, Ulmus pumila, and the native Field elm, U. minor, in Italy. Biol Invasions. 2013. Vol. 10. P. 53–66. doi: 10.1007/s10530-013-0486-z

Rhymer J. M., Simberloff D. Extinction by hybridization and introgression. Annual Review of Ecology and Systematics. 1996. Vol. 27. P. 83–109. doi: 10.1146/annurev.ecolsys.27.1.83

Hedge S. G., Nason J. D., Clegg J. M., Ellstrand N. C. The evolution of California’s wild radish has resulted in the extinction of its progenitors. Evolution. 2006. Vol. 60. P. 1187–1197. doi: 10.1111/j.0014-3820. 2006.tb01197.x

Sakai A. K., Allendorf F. W., Holt J. S. et al. The population biology of invasive species. Annual Review of Ecology and Systematics. 2001. Vol. 32. P. 305– 332. doi:10.1146/annurev.ecolsys.32.081501.114037

Geng Q. F., Yang J., He J. et al. Microsatellite markers for the critically endangered elm species Ulmus gaussenii (Ulmaceae). Genes Genet Syst. 2016. Vol. 91(1). P. 11 –1 4. doi: 10.1266/ggs.1500053

Braglia L., Manca A., Mastromauro F., Breviario D. cTBP: A successful intron length polymorphism (ILP)-based genotyping method targeted to well defined experimental needs. Diversity. 2010. Vol. 2(4. P. 572–585. doi:1 0.3390/d2040572

Le Hir H., Nott A., Moore M. J. How introns influence and enhance eukaryotic gene expression. Trends in Biochemical Sciences. 2003. Vol. 28(4). P. 215–220. doi: 10.1016/S0968-0004(03)00052-5

Li S.-C., Tang P., Lin W.-C. Intronic Micro RNA: discovery and biological implications. DNA and Cell Biology. 2007. Vol. 26(4). P. 195–207. doi: 10.1089/dna.2006.0558

Morello L., Breviario D. Plant spliceosomal introns: not only cut and paste. Current Genomics. 2008. Vol. 9(4). P. 227–238. doi: 10.2174/138920208 784533629

Rose A. B. Requirements for intron-mediated enhancement of gene expression in Arabidopsis. RNA. 2002. Vol. 8(11). P. 1444–1453

Souza S. J. The emergence of a synthetic theory of intron evolution. Genetica. 2003. Vol. 118(2/3). P. 117–121. doi: 10.1023/A:1024193323397

Sakurai A., Fujimori S., Kochiwa H. et al. On biased distribution of introns in various eukaryotes. Gene. 2002. Vol. 300(1–2). P. 89–95. doi: 10.1016/ S0378-1119(02)01035-1

Bardini M., Lee D., Donini P., Mariani A. et al. Tubulinbased polymorphism (TBP): a new tool, based on functionally relevant sequences, to assess genetic diversity in plant species. Genome. 2004. Vol. 47. P. 281 –291. doi: 10.1139/g03-132

Green M. R., Sambrook J. Molecular cloning. Cold Spring Harbor (NY): Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2012. 1890 p.

Breviario D., Baird W. V., Sangoi S. et al. High polymorphism and resolution in targeted fingerprinting with combined β-tubulin introns. Molecular Breeding. 2007. Vol. 20(3). P. 249–259. doi: 10.1007/s110 32-007-9087-9

Pirko N. N., Demkovych A. Ye., Kalafat L. O. et al. Intron length polymorphism of β-tubulin genes in different representatives of Pinaceae Lindl. family. Journal of botany. 2016. Vol. VIII, No. 2 (13). P. 5–9.

Benbouza H., Jacquemin J.-M., Baudoin J.-P., Mergeai G. Optimization of a reliable, fast, cheap and sensitive silverstaining method to detect SSR markers in polyacrylamide gels. Biotechnol. Agron. Soc. Environ. 2006. Vol. 10(2). P. 77–81.

Rahman M. H., Jaquish B., Khasa P. D. Optimization of PCR protocol in microsatellite analysis with silver and SYBR® stains. Plant Molecular Biology Reporter. 2000. Vol. 18(4). P. 339–348. doi: 10.1007/BF02825061

Hongtrakul V., Huestis G. M., Knapp J. Amplified fragment length polymorphisms as a tool for DNA fingerprinting sunflower germplasm: genetic diversity among oilseed inbred lines. TAG Theoretical and Applied Genetics. 1997. Vol. 95(3). P. 400–407. doi: 10.1007/s001220050576

Puerto M. M., Garcia F. M., Mohanty A., Martin J. P. Genetic diversity in relict and fragmented populations of Ulmus glabra Hudson in the Central system of the Iberian Peninsula. Forests. 2017. Vol. 8(5). P. 143. doi: 10.3390/f8050143

Nielsen L. R., Kjær E. D. Gene flow and mating patterns in individuals of Wych elm (Ulmus glabra) in forest and open land after the influence of Dutch elm disease. Conserv. Genet. 2010. Vol. 11. P. 257–268. doi: 10.1007/s10592-009-0028-5