Вплив голодування, осмотичного та сольового стресів на транскрипційні профілі генів основних білків, залучених до розвитку аутофагії за участю мікротрубочок
Анотація
Мета. Дослідити зміни рівнів експресії генів основних білків, залучених до розвитку аутофагії за участю мікротрубочок за умов впливу голодування, осмотичного та сольового стресів. Методи. Умови стресу для рослин Arabidopsis thaliana моделювали шляхом модифікації поживного середовища Мурасіге і Скуга, що містило 150 мМ NaCl та 10 мМ манітолу для моделювання сольового та осмотичного стресів, відповідно. Для моделювання умов голодування проростки пророщували на середовищі без цукрози. Зміни рівнів експресії досліджували за допомогою ПЛР-аналізу з використанням специфічних праймерів. Продукти ПЛР аналізували за допомогою електрофорезу у 1 %-ному агарозному гелі. Результати. Зміни рівнів експресії більшості генів α-тубуліну та білка atg8 мали чітко визначений стресо-залежний характер. Суттєве підвищення рівнів експресії генів tua1 і atg8e при голодуванні; tua3 і atg8f при сольовому-, та tua3 і atg8f, atg8e при осмотичному стресах опосередковано свідчать про наявність взаємозв’язку між структурними одиницями аутофагосом і мікротрубочками. Показано позитивну регуляцію генів elp3 та hda6 під впливом усіх досліджуваних абіотичних чинників, а також незначне підвищення експресії генів гексокіназ 2 та 3. Висновки. Результати проведеного транскрипційного аналізу підтверджують розвиток аутофагії, індукованої голодуванням, осмотичним та сольовим стресами у A. thaliana, вказують на роль мікротрубочок у опосередкуванні даного адаптивного механізму, і дають можливість виділити гени α-тубуліну та білка atg8, які є специфічними для реалізації аутофагії, індукованої певним стресовим фактором. Отримані профілі експресії генів elp3/деацетилаз та гексокіназ підтверджують функціональну роль ацетилювання α-тубуліну у процесі перебігу аутофагії, як етапу, залученого до розвитку програмованої клітинної загибелі.
Ключові слова: транскрипційий аналіз, аутофагія, абіотичні фактори, α-тубулін, atg8.Посилання
Mahajan S., Tuteja N. Cold, salinity and drought stresses: an overview. Arch. Biochem. Biophys. 2005. Vol. 444. P.139-158. doi: 10.1016/j.abb.2005.10.018
Zhu J.K. Cell signaling under salt, water and cold stresses. Curr. Opin. Plant Biol. 2001. Vol. 4. P.401-406.
Batelli G., Verslues P.E., Agius F., Qiu Q., Fujii H., Pan S., et al. SOS2 promotes salt tolerance in part by interacting with the vacuolar H+-ATPase and upregulating its transport activity. Mol. Cell Biol. 2007. Vol. 27. P.7781-7790. doi: 10.1128/MCB.00430-07
Moriyasu Y., Ohsumi Y. Autophagy in tobacco suspension-cultured cells in response to sucrose starvation. Plant Physiol. 1996. Vol. 111. P. 1233-1241.
Slavikova S., Ufaz S., Avin-Wittenberg T., Levanony H., Galili G. An autophagy-associated Atg8 protein is involved in the responses of Arabidopsis seedlings to hormonal controlsand abiotic stresses. J. Exp. Bot. 2008. Vol. 59. P. 4029-4043. doi: 10.1093/jxb/ern244
Liu Y., Xiong Y., Bassham D.C. Autophagy is required for tolerance of drought and salt stress in plants. Autophagy. 2009. Vol. 5(7). P.954-963.
Monetti E., Kadono T., Tran D., Azzarello E., Arbelet-Bonnin D., Biligui B., Briand J., Kawano T., Mancuso S., Bouteau F. Deciphering early events involved in hyperosmotic stress-induced programmed cell death in tobacco BY-2 cells. J Exp Bot. 2014. Vol. 65(5). P. 1361-1375. doi: 10.1093/jxb/ert460
Lin J., Wang Y., Wang G. Salt stress-induced programmed cell death in tobacco protoplasts is mediated by reactive oxygen species and mitochondrial permeability transition pore status. J. Plant Physiol. 2006. Vol. 163(7). P. 731-739. doi: 10.1016/j.jplph.2005.06.016
Fedyna V., Lytvyn D., Yemets A., Blume Ya. Microtubule cytoskeleton participates in realization of autophagy, which is crucial for cell surviving under the influence of stressful stimuli in Arabidopsis thaliana. Factors Exp. Evol. Organisms. 2016. Vol. 19. P.47-50 (in Ukr.).
Wang C., Li J., Yuan M. Salt tolerance requires cortical microtubule reorganization in Arabidopsis. Plant Cell Physiol. 2007. Vol. 48(11). P. 1534-1547. doi: 10.1093/pcp/pcm123
Blancaflor E.B., Hasenstein K.H. Growth and microtubule orientation of Zea mays roots subjected to osmotic stress. Int. J. Plant Sci. 1995. Vol. 156(6). P. 774-783.
Geeraert C., Ratier A., Pfisterer S.G., et al. Starvation-induced hyperacetylation of tubulin is required for the stimulation of autophagy by nutrient deprivation. J. Biol. Chem. 2012. Vol. 285(31). P. 24184-24194. doi: 10.1074/jbc.M109.091553
Lytvyn D., Yemets A., Bergounioux C., Blume Ya. B. Development of autophagy in BY-2 (Nicotiana tabacum) cells is accompanied by acetylation of α-tubulin. Reports Natl. Acad. Sci. Ukraine. 2013. No 2. P. 179-185 (in Ukr).
Lytvyn D.I., Blume Ya.B. Microtubular cytoskeleton in autophagy and programmed cell death development in plants. In: Programmed Cell Death in Plants and Animals (Ed. J. Rice), 2016, Nova Science Publishers: New York, p. 1-26.
Olenieva V., Lytvyn D., Yemets A., Bergounioux C., Blume Y. Tubulin acetylation accompanies autophagy development induced by different abiotic stimuli in Arabidopsis thaliana. Cell Biol. Int. 2017. doi: 10.1002/cbin.10842
Tran H.T., Nimick M., Uhrig R.G., Templeton G., Morrice N., Gourlay R., DeLong A., Moorhead G.B. Arabidopsis thaliana histone deacetylase 14 (HDA14) is an α-tubulin deacetylase that associates with PP2A and enriches in the microtubule fraction with the putative histone acetyltransferase ELP3. Plant J. 2012. Vol. 71(2). P. 263-272. doi: 10.1111/j.1365-313X.2012.04984.x
Olenieva V., Lytvyn D., Yemets A., Blume Ya. B. Influence of UV-B on expression profiles of genes involved in the development of autophagy by means of microtubules. Reports Natl. Acad. Sci. Ukraine. 2018, in press (in Ukr).
Lee J.Y., Koga H., Kawaguchi Y., et al. HDAC6 controls autophagosome maturation essential for ubiquitin-selective quality-control autophagy. EMBO J. 2010. Vol. 29(5). P. 969-980. doi: 10.1038/emboj.2009.405
