Вплив хлориду натрію на активність дегідроаскорбатредуктази у нокаутного по каталазі 2 мутанту Arabidopsis thaliana
Анотація
Мета. Для кращого розуміння механізмів стійкості рослин до абіотичного стресу важливо з’ясувати, яку роль у відповіді на стрес відіграють окремі антиоксидантні ферменти, що належать до однієї мультипротеїнової родини. Відомо, що втрата певних ізоформ антиоксидантних ферментів може бути компенсована за рахунок зростання активності інших ферментів. Проте функціональна взаємодія ферментів аскорбат-глутатіонового циклу з каталазою за умов сольового стресу все ще не досліджена. Тому нами було вивчено активність DHAR у нокаутних по каталазі мутантів Arabidopsis thaliana в умовах сольового стресу. Методи. У нокаутної лінії cat2 та у рослин арабідопсису дикого типу (ДТ) визначали активність DHAR за різних варіантів обробки хлоридом натрію. Результати. При проведенні обробки 200 мМ хлоридом натрію у темряві активація DHAR у рослин ДТ спостерігається через 8 год, а у нокаутної лінії cat2 — вже через 4 год. Проте, при проведенні стресової обробки при освітленні у обох досліджених ліній виявлено суттєве підвищення активності DHAR через 8 год. При цьому активність DHAR у cat2 виявилась нижче, ніж у ДТ, тоді як у інтактних рослин або при проведенні стресової обробки у темряві різниця між досліджуваними лініями відсутня. Висновки. Отримані дані свідчать, що за умов сольового стресу зміни в активності DHAR є частиною функціональних перебудов антиоксидантної системи у лінії cat2, які компенсують втрату активності ізоформи CAT2.
Ключові слова: дегідроаскорбатредуктаза (DHAR), каталаза, нокаутні рослини, активні форми кисню (АФК), сольовий стрес, Arabidopsis thaliana.
Посилання
Golldack D., Li C., Mohan H., Probst N. Tolerance to drought and salt stress in plants: Unraveling the signaling networks. Frontiers in Plant Science. 2014. Vol. 5(151). P. 1 –10. doi: 10.3389/fpls.2014.00151.
Mhamdi A., Queval G., Chaouch S., Vanderauwera S., Van Breusegem F., Noctor G. Catalase function in plants: a focus on Arabidopsis mutants as stress-mimic models. Journal of Experimental Botany. 2010. Vol. 61(15). P. 4197–4220. doi: 10.1093/jxb/erq282.
Gill S. S., Tuteja N. Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants. Plant Physiology and Biochemistry. 2010. Vol. 48(12). P. 909–930. doi: 10.1016/j.plaphy.2010.08.016.
Gallie D. R. The role of L-ascorbic acid recycling in responding to environmental stress and in promoting plant growth. Journal of Experimental Botany. 2013. Vol. 64(2). P. 433–443. doi: 10.1093/jxb/ers330.
Noshi M., Yamada H., Hatanaka R., Tanabe N., Tamoi M., Shigeoka S. Arabidopsis dehydroascorbate reductase 1 and 2 modulate redox states of ascorbateglutathione cycle in the cytosol in response to photooxidative stress. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry. 2016. Vol. 1. P. 1 –11. doi: 10.1080/09168451.2016.1256759.
Yin L., Wang S., Eltayeb A. E., Uddin M. I., Yamamoto Y., Tsuji W., Takeuchi Y., Tanaka K. Overexpression of dehydroascorbate reductase, but not monodehydroascorbate reductase, confers tolerance to aluminum stress in transgenic tobacco. Planta. 2010. Vol. 231. P. 609–621. doi: 10.1007/s00425-009-1075-3.
Wang Z., Xiao Y., Chen W., Tang K., Zhang L. Increased vitamin C content accompanied by an enhanced recycling pathway confers oxidative stress tolerance in Arabidopsis. Journal of Integrative Plant Biology. 2010. Vol. 52. P. 400–409. doi: 10.1111/j.1744-7909.2010.00921.x.
Zhang Y., Li Z., Peng Y., Wang X., Peng D., Li Y., He X., Zhang H., Ma X., Huang L., Yan Y. Clones of Fe-SOD, MDHAR, DHAR genes from white clover and gene expression analysis of ROS-scavenging enzymes during abiotic stress and hormone treatments. Molecules. 2015. Vol. 20. P. 20939–20954. doi: 10.3390/molecules201119741.
Kim Y. S., Kim I. S., Shin S. Y., Park T. H., Park H. M., Kim Y. H., Lee G. S., Kang H. G., Lee S. H., Yoon H. S. Overexpression of dehydroascorbate reductase confers enhanced tolerance to salt stress in rice plants (Oryza sativa L. japonica). Journal of Agronomy and Crop Science. 2014. P. 1–13. doi: 10.1111/jac.12078
Hossain M. A., Asada K. Purification of dehydroascorbate reductase from spinach and its characterization as a thiol enzyme. Plant and Cell Physiology. 1984. Vol. 25(1). P. 85–92. doi: 10.1093/oxfordjournals.pcp.a076700
Bradford M. M. A rapid and sensitive method for the quantification of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry. 1976. Vol. 72. P. 248–254. doi: 10.1016/0003-2697(76)90527-3
Budhzak V. V. Biometrics. Chernivtsi: Ruta, 2013. 326 p. ISBN 978-966-423-312-2
Gupta B., Huang B. Mechanism of salinity tolerance in plants: physiological, biochemical, and molecular characterization. International Journal of Genomics. 2014. Vol. 14. P. 1 –18. doi: 10.1155/2014/70159d
Abbaspour H. Effect of salt stress on lipid peroxidation, antioxidative enzymes, and proline accumulation in pistachio plants. Journal of Medicinal Plants Research. 2012. Vol. 6(3). P. 526–529.
Das K., Roychoundhury A. Reactive oxygen species (ROS) and response of antioxidants as ROSscavengers during environmental stress in plants. Frontiers in Environmental Science. 2014. Vol. 2. P. 1–13. doi: 10.3389/fenvs.2014.00053
Agarwal P. K., Shukla P. S., Gupta K., Jha B. Bioengineering for salinity tolerance in plants: state of the art. Molecular Biotechnology. 2013. Vol. 54. P. 102–123. doi: 10.1007/s12033-012-9538-3
Sazzad M., Dietz K-J. Tuning of redox regulatory mechanisms, reactive oxygen species and redox homeostasis under salinity stress. Frontiers in Plant Science. 2016. Vol. 7(548). P. 1 –15. doi:10.3389/fpls.2016.00548
Didenko N. O., Buzduga I. M., Volkov R. A., Panchuk I. I. Activity of ascorbate and guaiacol peroxidases in Arabidopsis thaliana cat2 knockout mutants under salt stress. The Bulletin of Vavilov Society of Geneticists and Breeders of Ukraine. 2015. Vol. 13(1). P. 34–38.
Didenko N. A., Buzduga I. N., Volkov R. A., Panchuk I. I. The influence of acute salt stress on lipid peroxidation in Arabidopsis thaliana. Scientific Bulletin Chişinău. 2015. Vol. 22. P. 16–20.
Noshi M., Hatanaka R., Tanabe N., Terai Y., Maruta T., Shigeoka S. Redox regulation of ascorbate and glutathione by a chloroplastic dehydroascorbate reductase is required for high-light stress tolerance in Arabidopsis. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry. 2015. Vol. 1. P. 1 –7. doi: 10.1080/09168451.2015.1135042
Rahman A., Hossain M. S., Mahmud J. A., NaharK., Hasanuzzaman M., Fujita M. Manganese-induced salt stress tolerance in rice seedlings: regulation of ion homeostasis, antioxidant defense and glyoxalase systems. Physiology and Molecular Biology of Plants. 2016. Vol. 22(3). P. 291–306. doi: 10.1007/s12298-016-0371-1
Sofo A., Scopa A., Nuzzaci M., Vitti A. Ascorbate peroxidase and catalase activities and their genetic regulation in plants subjected to drought and salinity stresses. International Journal of Molecular Sciences. 2015. Vol. 16(6). P. 13561–13578. doi:10.3390/ijms160613561
Buzduga I. M., Volkov R. A., Panchuk I. I. Metabolic compensation for Arabidopsis thaliana mutants with loss of catalase activity. Cytology and Genetics. 2018. Vol. 52(1). P. 41–51. doi: 10.3103/S0095452718010036
Queval G., Issakidis-Bourguet E., Hoeberichts F. A., Vandorpe M., Gakiere B., Vanacker H., Miginiac-Maslow M., Van Breusegem F., Noctor G. Conditional oxidative stress responses in the Arabidopsis photorespiratory mutant cat2 demonstrate that redox state is a key modulator of daylength-dependent gene expression, and define photoperiod as a crucial factor in the regulation of H2O2-induced cell death. The Plant Journal. 2007. Vol. 52(4). P. 640–657. doi: 10.1111/j.1365-313X.2007.03263.x
Gao X., Yuan H. M., Hu Y. Q., Li J., Lu Y. T. Mutation of Arabidopsis CATALASE2 results in hyponastic leaves by changes of auxin levels. Plant, Cell and Environment. 2014. Vol. 37(1). P. 175–188. doi: 10.1111/pce.12144
Sudan J., Negi B., Arora S. Oxidative stress induced expression of monodehydroascorbate reductase gene in Eleusine coracana. Physiology and Molecular Biology of Plants. 2015. Vol. 21(4). P. 551–558. doi: 10.1007/s12298-015-0327-x
Balsera M., Schuermann P., Buchanan B. Redox regulation in chloroplasts. In: Chloroplasts. Current research and future trends. Eds. H. Kirchhoff. Caister Academic Press, 2016. 290 p. ISBN: 978-1-910190-47-0
